花色苷

篇一：花色苷的测定

4.1.4 材料处理

4.1.4.1 草莓果实中花色苷的提取

按照Orak（2007）的方法，并略作修改，选取多个具有代表性的草莓果实，在液氮保护下迅速研成粉状，从中准确称取1.00g转入10mL离心管，加入5mL甲醇-HCl（95:5）提取剂，超声30min (功率为100w，温度为30℃)，静置30min，12000g离心10min，倾上清液留存，同上再加入5mL提取液，超声30min，静置，离心，倾上清液留存，最后用提取剂再洗涤残渣2次，离心，最后将提取液合并定容至25mL。提取液于-20℃冰箱中保存待液相分析用，液相测定前提取液样品经0.45μm微孔滤膜过滤。

4.1.5 HPLC色谱条件

LiChrospher 100RP-18e 色谱柱（250×4.0 mm I.D.，5 μm，Merck），保护柱为RP-18（10 mm×4mm，Merck），紫外检测波长为520 nm，柱温40℃，进样量为20 μl。根据保留时间（RT）及吸收光谱与标准品对照定性，以峰面积外标法定量。

流动相A：水—甲酸，体积比100:1.5；

流动相B：水—甲醇体积比25:75，然后用甲酸调整pH值到2.35

把流动相按照比例配好，配好之后过流动相滤膜，然后超声20分钟。

洗脱程序：

0min:90%A，10%B；

0min-10min：90%A，10%B；

10-50min：90%A-40%A；10%B-60%B；

50-55min：40%A-10%A；60%B-90%B；

55-60min：10%A-90%A；90%B-10%B

天竺葵素-3-葡萄糖苷标准曲线

篇二：总花色苷含量测定

总花色苷含量测定—分光光度法

1、综合国内外资料,主要有以下几种计算吸光值A 的方法[1]:

(1) 当叶绿素是该样品中主要存在的干扰色素时,需消除叶绿素吸收含量的影响;此时,

计算公式为: A = (Amax - A620) - 0.1(A650 - A620)

(2) 含有其它干扰物质时花色苷总量的测定:

a) 直接法:在新鲜的植物提取物中,因为很少含有在花色苷的最大吸收区发生吸收的干扰物质,花色苷总量可以直接由可见区最大吸收波长处的吸光度来测定。

计算公式为: A = Amax

直接法吸收光谱测定:用××分光光度计于250 - 800nm 下全波长扫描,得到花色苷在0.1 % 盐酸—80 % 乙醇中的可见光区最大吸收波长,在此最大波长下测定各样品的吸光值A 。

b) pH 示差法:在加工或储藏过程中,会产生褐色降解物,这些降解物和花色苷具有相同的能量吸收范围。这类花色苷总量的测定,通常用pH示差法[8] 。

计算公式为: A = (Amax - A700) pH1.0 - (Amax - A700) pH4.5

pH 示差法吸收光谱测定:先确定合适的稀释因子,使样品在λmax下的吸光度在分光光度计的线性范围内;然后制备两个样品稀释液,其中一个用氯化钾缓冲液(0.025M,pH1.0) 稀释,另一个用醋酸钠缓冲液(0.4M,pH4.5) 稀释,将稀释液平衡15min 后,用蒸馏水做空白,分别测定两种样品稀释液在λmax和700nm处的吸光值A。

2、花色苷总含量的测定[2]：通过波长扫描,确定××花色苷在可见区的最大吸收波长为λmax。利用花色苷的结构特性,当pH为1.0时在λmax处有最大吸收峰,而当pH为4.5时,花色苷转变为无色查尔酮形式,在λmax处无吸收峰,用示差法计算溶液中总花色苷含量。

计算公式为: C (mg/ g) = (A0 - A1) ×V ×n ×M / (ε×m )

式中: A0 、A1 —分别为pH1.0、pH4.5时花色苷在λmax处的吸光值

V —提取液总体积(mL )

n —稀释倍数

M —cy-3-glu (矢车菊- 3-葡萄糖苷)的相对分子质量(449.4)

ε—cy-3-glu的消光系数( 29600)

m —样品质量

( g)

3、花色苷含量TAcy的计算公式为(以天竺葵色素-3-葡萄糖苷计)[3] :

TAcy (mg/ hg) =(A ×433 ×10 ×V）÷(22 400 ×m)×100

A = (OD500nm - OD700nm) pH1.0 - (OD500nm -OD700nm) pH4.5

式中: V — 提取液的总体积(mL)

m — 取样量(g)

22 400 —天竺葵色素-3-葡萄糖苷的摩尔消光系数

433 — 天竺葵色素-3-葡萄糖苷的摩尔分子量。

4、花色苷含量测定[4]

样品处理: 将各品种的干燥样品粉碎(40目)后,准确称取0.5 g用10 mL 65%的酸性乙醇提取24 h,提取3次,然后将3次提取液混合抽滤,真空旋转挥发回收乙醇,用蒸馏水定容到100 mL,摇匀,静止备用。

测定方法:含量测定用pH示差法,按照下面公式计算,测定3 次取其平均值。

C(mg/L ) = (OD ×M ×DF ×1000)/ α×1

式中: OD 为吸光度, DF为稀释倍数,M 为分子量,α=26900。

花色苷[5]：将提取液稀释合适倍数，用1cm 比色杯测其吸光值，参照Fuleki[6]的计算方法转换成总花色苷浓度，公式如下：

C/(mg/mL)=(A×MW × DF × 1000)/(ε×1)

式中：A为吸光值；MW 为分子量（以矢车菊素-3-葡萄糖苷为标准[7]，449.4）；

DF为稀释倍数；ε为消光系数，26900 L.cm-1.mg-1。

参考文献

[1] 霍琳琳,苏平,吕英华, 分光光度法测定桑葚总花色苷含量的研究[J]. 酿酒, 2005 年7月,第32

卷第4期.

[2] 李颖畅,孟宪军,张琦,于娜，蓝莓果主要物质含量及处理方式对其花色苷的影响[J]. 食品工业

科技, Vol. 29, N o. 05, 2008.

[3] 盛小娜,王璋, 不同预处理方式对速冻草莓花色苷含量的影响[J]. 冷饮与速冻食品工业, 2006

年12月第12 卷第4期.

[4] 王振江,肖更生，廖森泰等，不同品种桑椹的抗氧化作用与其花色苷含量的相关性研究[J]. 蚕

业科学， 2006，32(3).

[5] 吕英华，苏平，那宇，李辉, 桑椹色素体外抗氧化能力研究[J]. 浙江大学学报(农业与生命科

学版) 33(1)：102～107，200

[6] Fuleki T， Francis F J． Quantitative methods for anthocyanins． 1． Extraction and

determine-ation of total anthocyanin in cranberries．D]．Food Sei．，1968.33：72-78

[7] Suh H J，Noh D 0，Kang C S，eta1．Thermal kinetics of color degradation of mulberry

fruit extract D]．Nahrung Food．2003．47(2)：132—135

[8] Ronald E1Wrolstad , Steven J1Schwartz , M Giusti1Handbook of Food Analytical Chemistry

Water , Proteins , Enzymes , lipids , and Carbohy2 drates[M]1Wiley US ,20051

篇三：花色苷测定

3.3.1 花色苷含量的测定

（1）缓冲液的制备：

pH1.0缓冲液：使用电子分析天平准确称量1.86g氯化钾，加蒸馏水约980ml，用盐酸和酸度计调至pH1.0，再用蒸馏水定容至1000ml。

pH4.5缓冲液：使用电子分析天平准确称量32.81g无水醋酸钠，加蒸馏水约980ml，用盐酸和酸度计调至pH4.5，再用蒸馏水定容至1000ml。

（2）花色苷含量的测定：

采用pH示差法[33]：用pH1.0、 pH4.5的缓冲液，将样液稀释到适当的倍数,放在暗处，平衡15min。用光路直径为1cm的比色皿在可见分光光度计的510nm和700nm处，分别测定吸光度，以蒸馏水做空白对照。按下式计算花色苷的含量。

A=[ ( A510 - A700 ) pH1.0 - ( A510 - A700) pH4.5]

花色苷浓度C ( mg/L ) = A×MW×DF×1000 /(ε×l)

两式中：

( A510 - A700 ) pH1.0—加pH1.0缓冲液的样液在510 nm和700 nm波长下的吸光值之差；

( A510 - A700) pH4.5—加pH4.5缓冲液的样液在510 nm和700 nm波长下的吸光值之差；

MW=449.2（矢车菊—3—葡萄糖苷的分子量，mg/mol）；

DF=样液稀释的倍数；

ε=26900（矢车菊—3—葡萄糖苷的摩尔消光系数，mol-1）；

l=比色皿的光路直径，为1cm。

篇四：花青苷(花色苷)种类、提取及检测

花青苷种类、提取及检测

一.种类

花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。

二.提取 国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。

提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。采用盐酸酸化可保持提取液pH

值较低，阻止无酰基花青苷的降解。随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。

1.

2.

花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。 3.

4.

5.

6.

7.

8.

9.

三.检测

紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加 3~5 滴 AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/Amax判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。（取代基位置参考下图）

篇五：酶提取桑葚渣中花色苷的提取

桑葚渣中花色苷的提取

摘要：以提高花色苷的提取率为目的。探索果胶酶提取桑葚渣中花色苷的工艺条件。

考察影响提取效果的主要因素：酶用量，酶解时间，酶解温度，根据单因素实验结果，设计正交实验优化桑葚花色苷提取工艺。

1.材料与方法

1.1材料

酿桑葚酒后的桑葚渣

1.2主要仪器

紫外可见光光度计 TU-1800PC

电热恒温振荡水槽 DKZ-2 电子分析天平 BS-210S 高速组织搅碎机 DS-1 电子PH计 PP-15 超滤装置 纳滤装置

1.3主要试剂

果胶酶 30000U/g 柠檬酸 分析纯 磷酸氢二钠 分析纯 盐酸 分析纯 无水乙醇 分析纯

1.4 试验设计

1.4.1 提取液的配制

磷酸缓冲液的配制；配制0.1mol/L的柠檬酸溶液；配制0.2mol/L的磷酸氢二钠溶液；0.1mol/L的柠檬酸溶液398ml，加入0.2mol/L的磷酸氢二钠溶液102ml。稀释1000ml。

2.桑葚中花色苷提取

2.1用果胶酶酶解桑葚渣

称取10g的桑葚渣于具塞的锥形瓶中，加入一定量的去氧水，加入酶进行酶解。

2.2粗提取花色苷

（1）将上述各酶解后的溶液进行灭酶处理， （2）过滤提取上清液。

（3）在提取液中加入聚合硫酸铁，并进行过滤，除去絮凝沉淀物，得初级滤液 （4）用石油醚对初级滤液萃取3次除去脂类

（5）最后再真空抽滤，保证提取液无颗粒杂质。最终得到桑葚花苷素粗提取液。

2.3纯化花色苷

（1）用大孔树脂对粗提取液进行吸附，然后采用45%的乙醇水溶液对已经吸附在大孔树脂上的花色苷有效成分进行洗脱，得洗脱液；

（2）采用纳滤装置对（1）所得洗脱液进行过滤处理，得到透过液和截留液，实现对 所需溶液和洗脱溶剂的分离；

（3） 将所需溶液旋转蒸发后装入 培养皿中 , 冷藏 于 - 8 0 ℃冰箱冷冻 2 ｈ 后放入冷冻干燥机冻成干粉 。

（4） 所得干粉即为纯化后的花色苷

2.4称量干粉的重量

3. 花色苷理论测定指标

花色苷含量：采用消光系数法计算花色苷含量，用分光光度计，于1cm比色皿中，波长为530nm处测定吸光度。消光系数法：用9mL酸化乙醇（95%乙醇和1.5N盐酸，体积比85：15）于1cm比色皿中，在波长为530处测定吸光值。总花色苷含量计算公式如下：

总花色苷含量式中：

E-530nm处直接测定的吸光度值（

(mg/100gFW)?

E?V?10098.2?M

A

530)

V-萃取液测定时稀释的总体积数（mL) M-样品重量（g)

98.2-1%de1花色苷1mol消光系数

4.桑葚渣中花色苷酶提取法单因素实验

4.1.1果胶酶用量对花色苷提取量的影响

称取 10g桑葚渣于具塞的锥形瓶中，加入9ml磷酸缓冲溶液，在温度50℃，PH3.0，酶解时间1h条件下，酶用量分别为0，3，6，9，12和15mg/g果渣酶解后，移取上清液1ml，测定花色苷含量。

画出折线图：

由图可知：

4.1.2果胶酶酶解PH对花色苷提取率的影响

称取 10g桑葚渣于具塞的锥形瓶中，加入9ml磷酸缓冲溶液，酶用量40mg/g果渣，酶解时间1.5h，温度50℃。分别在PH为2，3，4，5，6，7的条件下进行酶解，移取

画出折线图：

由图可知：

4.1.3果胶酶酶解温度对花色苷提取率的影响

称取 10g桑葚渣于具塞的锥形瓶中，加入9ml磷酸缓冲溶液，酶用量40mg/g果渣，酶解时间1.5h，PH3.0，分别在温度为20℃，30℃，40℃，50℃，60℃和70℃的条件

画出折线图：

由图可知：

4.1.4果胶酶酶解时间对花色苷提取率的影响

称取 10g桑葚渣于具塞的锥形瓶中，加入9ml磷酸缓冲溶液，酶用量40mg/g果渣，在温度50℃，PH3.0，酶解0，0.5，1，1.5，2和2.5h后，移取上清液1ml，测定花

画出折线图：

由图可知：

4.2花色苷酶法提取的条件优化

根据单因素实验结果。以酶用量，酶解时间，酶解温度为考察因素，按正交法对酶法提取工艺进行研究，优化花色苷酶法提取的最佳工艺条件。

4.2.1正交实验提取花色苷

选用4因素3水平正交设计法,见下表

正交表

由图可知：

5.结论

初中作文